液基細胞學檢查技術已逐漸發展為一種宮頸疾病的普查與篩查手段，越來越受到國人的重視，液基細胞學檢查基于制片原理的不同分為膜式法、離心法、自然沉降法、捕獲法、離心+手工操作法等[1]. 無論那一種方法其最終的目的是制作出可診斷的細胞數量多、無重疊的薄層細胞學涂片，我院從 2012 年開始采用離心涂片法，收集制作婦科住院及門診液基細胞學標本 2652 例，現將制片方法和一些體會介紹如下：
1 材料與方法
1.1 材料 微電腦控制細胞離心涂片機 （武漢漢谷醫療科技有限公司提供）， 液基細胞保存液， 宮頸刷，一次性專用塑料吸管，載玻片夾等。
1.2 方法
1.2.1 標本采集 臨床醫師要嚴格按照操作程序進行標本的采集， 要避免標本含有過多的黏液和血液。 標本采集完后直接將宮頸刷頭放入液基細胞保存液中，振搖幾下，擰緊瓶蓋，標注姓名、年齡等信息。 若為大量體檢標本，應在標本瓶上和申請單上分別編以序號，防止標本錯亂，以利病理技術人員制片。
1.2.2 液基薄層細胞學片的制備 打開瓶蓋， 用鑷子夾住宮頸刷連接部分， 輕輕在細胞保存液中涮洗幾次，以便刷頭部分的細胞全部進入保存液中，丟棄刷頭，擰緊瓶蓋，放入細胞離心涂片機中，以1300r/min 的速度離心沉淀 2min,取出，打開瓶蓋 ,用一次性專用塑料吸管從底部吸取 0.8ml 左右沉淀物及液體，滴入載玻片夾的微孔濾膜中，用吸管混合均勻，將載玻片夾放入細胞離心涂片機中，以1300r/min 的速度離心 2min, 從機器中取出已涂片的載玻片夾，從載玻片夾中取出已涂片的載玻片，自然晾干，95%乙醇固定，OG/EA 染色 （即巴氏染色），常規中性樹膠封片，鏡檢。
1.2.3 液基細胞學的診斷 液基細胞學的診斷采用2004 版 TBS 診斷標準。 TBS （the Bethesda system,TBS）診斷標準是 1988 年美國推出的宮頸細胞病理學診斷報告方式，1990 年我國開始引進此報告方式，后經多次改良，主要內容包括：對標本質量的評估；對細胞改變的描述及細胞學診斷和建議。
2 結果
標本經離心涂片機處理后， 形成一直徑 2cm的圓形細胞薄片，背景干凈，細胞數量較多，細胞均勻平鋪，很少重疊。 經巴氏染色后，色彩艷麗，對比鮮明，細胞核呈紫藍色、藍色，核仁紅色。 底層、中層細胞胞漿藍色至淡紫藍色不等， 表層細胞胞漿呈紅色、粉紅色。 紅細胞呈紅色或橙紅色。 黏液呈淡藍色。
3 討論
從傳統的巴氏涂片技術到液基薄層細胞學技術， 細胞學技術在宮頸細胞學檢查領域取得了長足的發展，無論是在標本的收集、保存、制片、染色到診斷上都優于傳統的巴氏涂片技術， 制片的程序化、標準化使制片質量有了保證，明顯提高了異常細胞的檢出率，減少了假陰性率[2-4]. 目前液基薄層細胞學技術已廣泛應用于婦科和非婦科領域的細胞學檢查。
液基薄層細胞學制片技術大體可分為膜式和離心沉淀式二種。 膜式一次可以處理一個標本，離心沉淀式一次可以處理多個標本。 雖然這兩種方法做出的涂片質量無明顯優劣， 但離心沉淀式可顯著降低技術人員的工作量，提高工作效率。 我科從 2012 年開始使用離心涂片機制作液基薄層細胞學涂片， 用于日常細胞學工作和進行大范圍的宮頸/陰道細胞學篩查。 液基薄層細胞學制片技術雖然提高了標準化制片水平， 克服了因涂片質量差、黏液、血液或炎癥細胞過多、細胞過度重疊使異常細胞被遮蓋以及大部分細胞被丟失等等的缺陷[6],但是在制片的多個環節仍然需要人工操作 ,任何環節的操作不當、 疏忽或責任心不強均可能影響制片質量。 因此應注意以下幾個方面：（1）獲得高質量的標本是提高液基細胞學涂片陽性率的基礎： 臨床送檢的標本應將刷頭在保存液中充分涮洗，以便獲得較多可診斷的細胞數量，一般要求每張液基細胞涂片要有大約 5000 個保存完好、結構形態清晰的鱗狀上皮細胞[7]. （2）標本要及時處理固定： 固定的目的在于盡可能的保持細胞原有形態結構，凝固、沉淀細胞內原有產物[8],盡管液基細胞保存液中含有一定量的固定液， 但遠未達到固定良好的效果， 因此臨床在采集完標本后應立即將宮頸刷頭放入液基細胞保存液中，盡快送檢，病理科收到標本后，盡快制作薄層細胞學涂片，自然晾干后，立即放入 95%乙醇液中固定 15min. （3）處理前應先檢查送檢標本質量的好壞： 造成液基細胞學標本不滿意的常見原因為過多的血液和 （或）黏液，白帶過多等因素[9-11]. 液基細胞保存液中含有紅細胞和黏液溶解劑，一般不用特殊處理。 若送檢標本含血液過多， 可在細胞保存液中加入 1ml 冰醋酸（保存液與冰醋酸之比為 9:1）振搖，離心沉淀即可[12,13]. 若送檢標本含黏液過多，可采用酶消化處理，離心后涂片[14]. （4）操作儀器時標本瓶和載玻片應擰緊掛牢： 細胞保存液瓶和載玻片夾在離心沉淀、離心涂片前瓶蓋要擰緊，懸掛要牢靠，要確保放入卡槽內， 否則在高速離心時易將細胞保存液瓶和（或）載玻片夾甩出，打碎，從而造成無法彌補的嚴重后果。 （5）離心沉淀后移入量的把握是關鍵：若沉淀物較多，可頃其上清夜，剩下少量細胞保存液與沉淀物混均，勿太黏稠，用一次性專用塑料吸管（吸管上有刻度）吸取 0.8ml 左右即可。 若沉淀物不多， 可直接將吸管插入細胞保存液瓶底部吸取0.8ml 左右。 然后滴加入載玻片上的微孔濾膜中，混均，充滿整個濾膜，勿出現空白區，否則離心涂片不均。 經多次實驗證明，我們認為吸取 0.8ml 左右為最佳，過少容易涂片不均，出現空白區，過多易出現殘存液體，細胞漂浮，晾干后厚薄不均，細胞重疊等現象。 （6）染色要恰到好處：染色的好壞直接決定標本的質量， 液基細胞學涂片的常規染色方法是蘇木素，巴氏染色法（OG/EA 染色法）[15],要根據染液配制的時間長短， 適當增加或減少染色的時間，使用過久的染液要及時更換，重新配制，染色要豐富而鮮艷，細胞核染色要深淺適度，結構要清晰， 不同層次的上皮細胞胞漿應著不同顏色（藍色、紫藍、粉紅色、紅色）。
總之，把握好以上幾點，基本上能制作出一張滿意的液基細胞學涂片， 為正確的細胞學診斷提供保證， 可以更大地發揮 TCT 在取材和制片上優勢，對及時發現、預防和治療早期宮頸癌均有較大意義。
參考文獻
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